His标签蛋白纯化通常采用固定化金属离子亲和层析（IMAC）纯化的方法，主要利用介质配体螯合的金属离子吸附纯化表面带组氨酸残基的蛋白。由于His标签可与多种金属离子（如 Ca2+、Mg2+、Ni2+、Cu2+，Fe2+等）发生特殊的相互作用，所以可利用蛋白质表面的特性，使之被吸附在凝胶柱上，从而达到分离纯化蛋白的目的。组氨酸的残基上带有1个咪唑基团，可与Ni2+、Co2+等过渡金属离子形成配位键而选择性结合在金属离子上，这些金属离子能够用螯合配体固定在层析介质上，因此带有His标签的蛋白在经过装配了金属离子的层析介质时可以选择性结合在介质上，而其他杂质蛋白则不能结合或仅能微弱结合。结合在介质上的His标签蛋白可以通过提高缓冲液中咪唑浓度进行竞争性洗脱，从而得到纯度较高的His标签蛋白。

Ni2+、Co2+和Cu2+是His标签蛋白纯化中使用较为广泛的金属离子，因为它们在水溶液中与组氨酸具有较好的亲和性。其中，Ni2+是亲和纯化实验中最常使用的，根据结合基团不同，Ni2+亲和层析柱可分为两类：一类是Ni-IDA，另一类是Ni-NTA。Ni2+有六个螯合价位，其中Ni-NTA螯合了四价，Ni-IDA螯合了三价。所以，IDA的载量要比NTA高，在同样条件下，Ni-IDA洗脱时所需的咪唑浓度要高于Ni-NTA，但其弱结合能力使金属离子在洗脱时容易浸出，与目的蛋白紧密结合，从而导致分离蛋白产量偏低，产品不纯及金属离子污染等问题。NTA的颗粒粒度均匀，粒径更小，并且螯合镍更稳定，能耐受较高的还原剂，使填料更加稳定，镍离子不易脱落，所以实际实验中往往选择Ni-NTA亲和层析柱进行蛋白纯化。

（1）取2支15ml的试管，每管加入10ml LB培养基、10μl菌种和10μl相应的抗生素，放入37℃恒温振荡培养箱180rpm过夜培养16h。

（2）取800μl上述菌液加入800ml培养基，再加入800μl相应抗生素，放入37℃恒温振荡培养箱180r/min培养4h，使培养液OD600达到0.6~0.8。

（3）加入800μl IPTG诱导剂，于37℃恒温振荡培养箱中继续培养4h。

2.2 菌体破碎：

（1）收集培养的菌液，8000r/min 4℃离心10min，收集管底的菌体。

（2）根据实验需要取适量菌体加入10ml PBS缓冲液，涡旋振荡。

（3）把混合菌体置于冰水浴中，用超声仪进行破碎。将超声仪器的超声探头伸入菌液中，注意不触及管底和管壁，每次超声破碎20s，总共四次，中间间隔半分钟（破碎时间、破碎次数和间隔时间可视具体情况而定）。

（4）破碎后的菌液会显得比较澄清，此时将菌液于4℃离心机中8000r/min离心10min，离心时间也可延长。

（5）离心后分离上清和沉淀，分别留样，通过SDS-PAGE电泳检测目的条带在上清中还是沉淀中。

2.3 蛋白纯化：

（1）菌液破碎离心后的上清液中加入2M咪唑溶液使终浓度为20mM，样品总体积为10ml。

（2）过柱子的样品最好过0.45μm的滤膜，避免堵柱。

（3）可溶性蛋白纯化：

a 平衡缓冲液：PH7.4的50mM磷酸缓冲液0.5M NaCl，含20mM咪唑。

b 洗脱缓冲液：PH7.4的50mM磷酸缓冲液0.5M NaCl，含500mM咪唑。

c 取1ml镍琼脂糖凝胶FF或镍NTA琼脂糖凝胶FF预装柱，用10ml平衡缓冲液平衡，然后取破碎后的上清液10ml以0.5ml/min上样，然后以2ml/管，分管收集。

d 用15ml平衡缓冲液洗去未吸附的样品，流速1-2ml/min，2ml/管收集。

e 用5ml洗脱缓冲液洗去未吸附的样品，流速1-2ml/min，2ml/管收集。

f 再用5ml平衡缓冲液平衡柱子，灌满20%乙醇，封闭，以备下次使用。

g 此方法是通用方法，若效果不佳，可用50 mM，100 mM，300 mM，500 mM分段洗脱，洗脱5-10个柱体积左右，1-2ml/min，2ml/管收集。

h 将收集的各浓度梯度洗脱下来的蛋白，取样，进行SDS-PAGE。

i 根据SDS-PAGE电泳图，若有蛋白，则收集蛋白进行透析，若上清无条带而沉淀中有条带，则用变性条件下沉淀，做沉淀纯化。

科沿有道提供的His标签抗体可以识别位于氨基酸序列不同位置的His标签，包括N末端、C末端或中间位置，并且灵敏度高，可识别多种His标签蛋白。科沿有道生产的每一批His标签抗体均通过免疫印迹分析或ELISA验证，可助您完成多种蛋白表达与纯化。

His标签蛋白不挂柱

可能的原因及建议：

金属离子的选择：如果选择的是Ni2+或Co2+可以换成作用力更强的Cu2+或Zn2+。

超声功率：超声功率太小可能导致蛋白没有释放，功率太大又可能会使蛋白炭化，所以要调节超声功率到合适水平，并且在超声之前加入溶菌酶。

缓冲液条件：适当提高缓冲液PH、降低咪唑浓度或改变盐浓度都可能提高His标签蛋白的挂柱能力。

His标签是否丢失：通过Western Blot或Anti-His的抗体检查His抗体是否表达。

标签暴露情况：蛋白表达过程中，标签暴露可能不充分，可加入适量变性剂（脲、盐酸胍）使标签充分暴露。若不能采用变性条件纯化，就只能通过增加His标签长度或改变His添加的位置来解决。

His标签蛋白挂柱后洗脱不掉

可能的原因及建议：

洗脱条件太温和：可以通过降低pH和增加咪唑浓度找出最佳的洗脱条件。但PH低于3.5可能会导致Ni2+脱落，这时候就需要采用咪唑竞争性洗脱法。

蛋白沉淀在柱子上：尝试减少上样量和孵育时间，避免蛋白沉淀。

非特异性吸附：添加非离子去污剂洗脱缓冲液或增加NaCl的浓度。

杂带较多

可能的原因及建议：

检查超声破碎的条件是否太剧烈或温度控制是否合适。

蛋白酶可能会导致部分蛋白被降解，可加入蛋白酶抑制剂。

采用咪唑竞争性洗脱，此外在咪唑洗脱前增加0.5M PH=5的醋酸缓冲液洗脱，在平衡缓冲液中添加0.5%吐温或Triton可以避免因为疏水作用导致的非特异性吸附，这样可以明显减少电泳杂带。

蛋白相互作用或者形成聚合体导致杂带增加，前者可以通过添加表面活性剂和增加离子强度得到改善，后者可以在缓冲液和样品中加入1-2mM巯基乙醇避免，并且选择NTA琼脂糖凝胶。

蛋白纯度不够

可能的原因及建议：

优化金属离子：纯度不够可能是由于宿主蛋白中一些含有His的天然蛋白结合在柱子上，可以通过更换结合能力较弱的Co2+，使含有His的杂质蛋白无法结合而标签蛋白可以结合。

优化结合洗脱条件：寻找最合适的结合洗脱条件，将标签和杂质尽可能分开

双标签纯化：可以在重组蛋白上同时添加His标签和其他标签（如StrepⅡ ），通过两步亲和层析，提高目的蛋白纯度。

多步骤纯化：在亲和层析后可进行凝胶过滤层析或离子交换层析，根据目的蛋白大小或带电荷等性质将蛋白和杂质进一步区分开。

还有其他实验因素造成的原因，可以私信一一提供建议

以上内容来源网络